Karen Ginsbury’s Quality Blog #2

Well, Well, (not so) Well!

Welcome to 2020 Blog #2.  I just reread #1.  Written at the beginning of January it talked about visual acuity… and mature quality management systems, using technology, statistical process control and planning to ensure a reliable supply of drugs manufactured at each facility.  How certain I was that 2020 would carry on just like 2019… more of the same sprinkled with a  little improvement here and there…

Who had heard of Covid-19 in early January.  Like so many others, I had trips scheduled around the world for the rest of the year, and was busy doing what I do.  We heard of drug shortages and yet, even with the congressional report identifying logistical and regulatory challenges as making it difficult to recover after a supply chain disruption… were any of your company’s Covid ready?
Any of you got business continuity / disaster recovery plans which address pandemics? (I wonder how many of you have such plans in place at all – never mind addressing pandemics…).  As we gradually emerge from lockdown what kind of shortages are we likely to encounter?  Starting materials, components, or down to the basics… toilet paper for employees, eggs and flour for the canteen? Over 60’s not allowed out and our workforce doing the shopping for them? Social distancing thinning out the production lines?  SHORTAGES of FACEMASKs and cleanroom clothing because you and I know that the Covid 19 suits are Tyvek™ and if the world is short on those for ICU staff… pharma will be rather low on the list of those who can purchase them.

Oh where to start? Risk mitigation – will regulators allow relaxing of some accepted industry practice in lower grade areas?  Will those of us who routinely used face masks in grade D or C areas reconsider at least as a temporary measure?  Can we rethink “over-design” of clothing.  What about gloving practices?  Double gloving?  TRIPLE gloving?  We may find ourselves lucky to be able to allow one pair per entry for sterile gloves and may need to consider using non-sterile under gloves…IF, we can purchase those at all.  I may just add, that for the past month, no (non sterile) latex gloves, powdered or not, have been available in the stores in Israel where they were a standard item.  I understand there is a global shortage.

Remember Question #2 in the first blog of the year? How close is your Quality System to perfection?  No quality system is perfect – pharmaceutical or other.  Nor is this the desired state since it hinders continuous improvement and progress.  What we need is to define the PURPOSE of a quality system. 

GMPs are NOT a quality system and never were intended to be one.  They are a series of requirements.  If quality is “Meeting all the requirements all the time” we need to do a better job of defining requirements.

I had promised in blog #1 to investigate what a foundational quality system is and if CGMP conformance can be integrated and the system still be effective?  I said I would consider the stumbling blocks which industry AND regulator have, and continue to place in the way of just such a system and ask why other industries, of no less criticality than pharma manage to implement foundational quality systems.

I included two teasers and updates:

  • ICH Q12: Technical and Regulatory Considerations for Pharmaceutical Product Lifecycle Management
  • PIC/s draft guidance: How to Evaluate / Demonstrate the Effectiveness of a Pharmaceutical Quality System in relation to Risk-based Change Management

The teaser was why these documents are both grumpy and happy cats.

I wonder if you came up with your own answers? If so, please write in to IFF and share.

My answer: particularly the PIC/s document – very detailed, micro guidance that will require almost every pharma company to revisit and rewrite their change control policies as well as confusing change control with change management (a different blog topic).  There’s the grump!  On the other hand, the points raised make a GREAT checklist for helping to avoid disasters associated with change.  ICH Q12 – another document another guidance another distraction from the overall picture, another add-on to the existing system rather than an integrated and PROCESS-driven system.  There’s the grump.  BUT, the happy cat: enough of the prayer model – validation, three batches, filed in the archive for the mice to gnaw for 30 years and OOS batches are ok because the process is validated.  NO! the process must work – and lifecycle management acknowledges and plans and integrates changes over the lifecycle constantly checking – remember Plan -Do – Check- Act.

I will end by reminding myself and you of my vision for 2020

Every action that is taken during 2020 and thereafter, will be considered and planned.  (P-D-C-A) Implementation will be according to what was planned OR, if what was planned turns out not to be the requirements, then the requirements will be officially changed, people who need to know will be notified and the action will be planned all over again prior to implementation.

Covid has given us all a bit of a laugh at that – considered and planned?  We didn’t plan a pandemic, we didn’t plan lockdown and I hope and pray that you and your loved ones are safe.  Right now, the only considerations and planning we can do are in line with the instructions we get from our governments.  Many of us are working remotely, doing what we were doing before and with a little more (or strangely without flights and car / bicycle trips) or less time on our hands.  We will need to put recovery plans in place, address lapses in the quality system through massive, government -mandated absenteeism and do the very best we can to ensure uninterrupted supply of life-saving therapies to patients.  May we succeed.


Reflektioner over “Brexit” og fremtiden for Life Science idustrien

Så er “Brexit” en realitet og Storbritannien har officielt forladt EU efter 47 års medlemsskab.

En overgangsperiode der forpligter briterne til at følge EU-regler uden at de har indflydelse på beslutninger og politiske processer i EU, er nu indledt. I løbet af den kommende periode, der oprindeligt var fastsat til 2 år, men nu er svundet ind til 11 måneder, skal der forhandles. Perioden skal give ro til, at parterne kan indgå en aftale om det fremtidige forhold, så et kaotisk, reelt Brexit undgås med udgangen af 2020, og forhandlingsperioden kan forlænges inden 1. juli 2020. Det har den britiske premierminister, Boris Johnson, dog flere gange afvist, og aftale forlængelse blev da også forbudt i lovgivningen efter valget i december 2019. 

Nu skal der så bl. a. forhandles en handelsaftale på plads. Handelsaftaler er komplicerede, hvor detaljerne er afgørende og intet er på plads, før alt er på plads. Den britiske regering har som ambition at forlade EU’s indre marked og toldunion fra 1. januar 2021. Uanset om der foreligger en aftale eller ej.

Hvad er der så i vente for pharma og life science industrien – udover usikkerheden det næste år? 

Ja, det afhænger i høj grad af hvilket exit scenarie, der bliver realiteten – dvs om de bliver EEA medlem, får en Fri handels aftale, en bilateral aftale eller om forhandlingerne ender i en “ingen aftale” scenarie dvs en WTO aftale.

Hvis de bliver EEA medlemmer svarer det til den aftale som Norge har, men det betyder at Storbritannien fortsat skal bidrage til EU budgettet og efterleve de 4 punkter, som de netop har meldt sig ud for at undgå – nemlig fri bevægelighed af mennesker, kapital, varer og services. Hvis EEA aftalen blev implementeret, vil EU frigivne lægemidler og medicinsk udstyr antagelig skulle gen-frigives i Storbritannien, ligesom kliniske forsøg skal godkendes nationalt.

Hvis parterne får forhandlet en Frihandels aftale, vil Storbritanien have adgang til hele eller dele af det indre markedet, men prisen, herunder antallet af indrømmelser forlangt af EU vil sandsynligvis blive for høj for Storbritannien. For medicinal produkter vil det fortsat betyde at de har fri bevægelighed uden ekstra afgifter mellem Storbritannien og EU i de aftalte områder, som traktaten gælder.

Hvis de får forhandlet en bilateral aftale på linie med Schweiz, vil de få adgang til dele af EU markedet med den forudsætning at Storbritannien skal efterleve de relevante love og retningslinier – og EU frigivne produkter skal gen-frigives i Storbritanien, ligesom de britiske myndigheder skal give lov til kliniske forsøg. Det kunne også være muligt at give specielle adgange for hurtig passage over grænserne,  men det er er et scenarie, der ikke ligefrem rimer på ønsket om at slippe for EU lovgivning og Bruxelles´ indblanding i Storbritanien’ affærer.

Hvis det ender i WTO scenariet – dvs “ingen handels aftale” ..så gælder at alle varer fra Storbritannien og – alle varer ind i Storbritannien sandsynligvis – vil blive håndteret som alle andre 3. verdens lande  med alt hvad det medfører. Det forudsætter en total adskillelse af EU og Storbritanniens systemer, herunder ikke mindst på alle regulatoriske dele af Life Science området. Hvis Storbritannien får MFN status/ “Most favoured Nation” status, vil der antagelig ikke kommer ekstra afgifter på Life Science produkter produceret i Storbritanien, men der kan sagtens forventes øgede afgifter på komponenter og service ydelser – og man kan forestille sige at Mutual Recognition samarbejde inkl. anerkendelser af frigivelser og GMP inspektioner kan være til forhandling, men det afhænger af om EU vil være villige dertil.

Hvis vi skal dømme efter Boris Johnsons udtalelser, er det nok klogt her tidligt i 2020 at se sig om efter nye kontrakt pakkerier, – laboratorier og -sterilisations udbydere på kontinentet, da det under alle omstændigheder vil tage tid at køre dem igennem en ordentlig suplier kvalificeringsproces.

EU er kendt for at være hårde forhandlere og det er svært at forestille sig at EU skulle have den store interesse i at give Storbritanien en god aftale indenfor et år, da det kunne give andre lande “gode ideer – så ingen aftale er bestemt en realistisk mulighed….men vi må vente at se.

Inger Drengsgaard

Inger Drengsgaard er ejer og konsulent I Ways2compliance

Forskerne har fået et fantastisk genetisk værktøj i form af CRISPR

Forskere fra hele verden har kastet sig over en relativ ny genteknologisk metode, den såkaldte CRISPR, som gør det nemt og billigt at klippe og klistre i gener.

Redigering af gener har altid fascineret forskere og aldrig har det været så billigt og nemt at redigere gensekvenser. Udvikling af redigering i gener startede i 1970’erne, hvor det blev muligt at manipulere DNA med enzymer. Styrede ændringer i DNA er bl.a. medvirkende til, at der er blevet udviklet ny medicin (1,2). I årtier har forskere indført ændringer i DNA’et i modelorganismer for at forstå funktionen af bestemte gener og f.eks finde ud af, hvilken rolle specifikke gener spiller for en specifik sygdom.

En organismes genom består af mil- liarder af fire DNA-baser, hvor rækkefølgen af disse baser bestemmer det genetiske udtryk. Stedsspecifikke ændringer i base- sekvensen giver enorme muligheder inden for molekylær biologi, medicin og bioteknologi. Forskerne kan simpelthen klippe og klistre i de humane gener efter forgodtbefindende. Alle kan være med.

Det er nemt og billigt. Fagre nye verden. Denne forskning er noget af det hotteste i øjeblikket (1,2,3).

I de seneste årtier er det gået utrolig hurtigt med redigering i gener. En af de nyeste metoder er CRISPR (udtales crisper), der er en forkortelse for Clustered Regularly Interspersed Short Palindromic Repeats (1).

I et palindrom er DNA-base-sekvensen den samme, hvad enten man læser sekvensen fra den ene eller anden ende. Dette muliggør binding til begge DNA- strenge i mål-DNAét. Sammen med disse palindromiske repeats (gentagne sekvenser) anvendes et DNA-klippeenzym, en såkaldt endonuklease, som kan spalte DNA specifikke steder inde i DNA’et. Ofte anvendes Cas9, men der findes også andre egnede endonukleaser.

Små skridt ad gangen

Som så ofte før ligger der en masse forsøg og iagttagelser bag en ny teknik, inden forskerne får en idé om, hvordan tingene hænger sammen. Allerede i 1987 blev gentagne sekvenser, de såkaldte repeats, observeret i bakterier, men forskerne havde ingen idé om, hvilken rolle disse gentagne sekvenser spiller i bakterierne. I 2006 foreslog forskere, at disse repeats i bakterier havde noget at gøre med bakteriens forsvarssystem mod virus. I 2007 fandt man ud af, at en bakteries resistens over for specifikke virus skyldtes tilstedeværelse af særlige sekvenser mellem repeats i specifikke virus og bakteriens eget DNA , de såkaldte spacersekvenser (2).
I 2010 blev CRISPR/Cas9-systemet identificeret som værende et bakterielt immunsystem, hvormed bakterien kan angribe et virus og spalte dets DNA. For at dette kan fungere skulle der i bakterien være spacersekvenser mellem CRISPR- sekvenserne og bakteriens eget DNA, og man opdagede at disse spacersekvenser skulle matche DNA’et i virusset. Det blev også fundet, at man ved indsættelse af nye sekvenser i bakteriekromosomet, kunne få CRISPR/Cas9-systemet til at fungere som et adaptivt immunsystem (2). Dette var vigtig grundforskning på vejen til at udvikle CRISPR-teknikken.
I 2012 udkom en epokegørende artikel med Jennifer Doudna fra University of California, Berkley og Emmanuelle Charpentier fra Umeå University i Sverige som medforfattere (4). Forskerne påviste, at Cas9 er en endonuklease, der er i stand til at spalte begge DNA-strenge inde i en sekvens (derfor navnet endonuklease), og at specificiteten af denne proces er afhængig af komplementær binding af CRISPR-RNA/DNA til mål-DNA’et. Cas9 udviser 2 endonukleaseaktiviteter, som spalter hver deres komplementære DNA- streng. Princippet i CRISPR/Cas9 blev således påvist i 2012, men der var stadig mange trin før CRISPR-metoden var funktionsdygtig i levende celler.
Især Jennifer Doudna og Emmanuelle Charpentier blev meget berømte for deres forskning. Men forsøgene var udført i reagensglas og ikke i celler.
Næste skridt var selvfølgelig at påvise, at CRISPR/Cas9 kunne fungere i levende celler. Zang og et forskerhold fra Broad Institute, MIT, publicerede i 2013, at de havde fået CRISPR til at virke ved redigering af genomet i dyrkede museceller og humane celler (5). En forskergruppe med deltagelse af ovennævnte Jennifer Doudna publicerede også i 2013, at CRISPR kunne bruges til at redigere DNA i humane celler (6). Der var kamp om at komme først med at få CRISPR til at virke i levende celler. Der var meget på spil ikke mindst økonomisk. CRISPR/Cas9- teknologien har gjort det billigt at ændre i gener. Førhen kostede det 100.000 kr at designe et protein, som kan klippe i DNA på en specifik måde. Med CRISPR/ Cas9 koster det kun 100 kr. Alle kan være med i CRISPR-kapløbet. Man behøver stort set kun almindeligt laboratorieudstyr og en RNA/DNA-sekvens, der kan guide endonukleasen til den ønskede position i mål-DNAét. Sådanne guidesekvenser kan findes i databaser over det humane genom. Det humane genom er klarlagt i alle detaljer i løbet af de seneste 10 år.
Men problemet er, at der klippes i mange andre gener end i det gen, man har til hensigt at ramme. Endonukleasen klipper, hvor sekvensen passer, uanset om det er et forkert sted. Herved opstår de såkaldte utilsigtede mutationer. Hvis man ikke kan lokalisere disse mutationer, kan det betyde, at sekvenserne der fører til mutationer, ikke kan korrigeres. Korrektion af forkerte sekvenser i DNA er ellers en procedure, som forskere i dag er rigtig gode til. Det virker både i enkeltceller i kultur og i organismer. Dette er således ikke problemet. Problemet er, at forskerne i dag ikke kan styre CRISPR-proceduren, hvorved der opstår rigtig mange celler, som ikke kan overleve. Denne celledød er i øjeblikket prisen for den manglende styring af CRISPR-proceduren. Nogle forskere har mere eller mindre opgivet at finde ud af, hvordan CRISPR virker (14). Vi bliver nødt til at leve med denne usikkerhed siger professor Luo og afprøve CRISPR i kliniske forsøg, hvor det afprøves på mennesker med en bestemt sygdom (14). Virker det, så er det godt for disse patienter, men det er ikke sikkert,1⁄2 at det virker på andre patienter med samme sygdom. Vi er nødt til at afprøve ny medicin på denne måde,
siger professor Luo (14). Mennesket er reduceret til at være et forsøgsdyr. Her står diskussionen i øjeblikket. Der er nu taget initiativ til at involvere alle, der har en mening om anvendelsen af CRISPR på mennesker (13). Denne artikel er mit bidrag til en diskussion i Danmark.

Forskere fra hele verden har kastet sig over en relativ ny genteknologisk metode, den såkaldte CRISPR, som gør det nemt og billigt at klippe og klistre i gener.

Hvordan virker CRISPR/ Cas9-systemet?

I laboratorieforsøg med CRISPR/Cas9 anvendes en RNA-guide eller DNA-guide til at genkende og binde til specifikke steder i et mål-gen, hvor der er et match mellem RNA-guiden og mål-DNA’et. I den oprindelige CRISPR-procedure blev RNA/ DNA-guiden udvalgt til at binde til begge strenge i den palindromiske sekvens i mål- DNAét. RNA/DNA-guidemolekylet kan udskiftes med en hvilken som helst RNA/
DNA-sekvens til påvisning af DNA, der kan bindes til dette RNA/DNA. Ved hjælp af oplysninger fra databaser over organismers genom, kan den ønskede sekvens findes, og der kan derefter foretages meget specifikke bindinger af RNA/DNA-guiden til mål-DNA’et, og dermed kan der udføres specifikke klip i DNA’et. Når DNA’et er klippet over med en endonuklease, som f.eks. Cas9, kan der tilføjes eller fjernes stykker af DNA’et, hvorved der sker en ændring af DNA-molekylet. Her kommer det store problem. Cellen har en mekanisme, der hurtigt lukker hullet. Dette sker ikke særlig præcist og der opstår hyppigt fejl.
CRISPR/Cas9-teknikken kan lyde avanceret, men metoden er faktisk langt nemmere og mere effektiv at anvende end tidligere gen-redigeringsteknikker. Desværre opstår der ofte utilsigtede mutationer.
Der har været ufattelig stor interesse for CRISPR/Cas9. Selv om teknikken kun er 6-7 år gammel, er der publiceret utallige videnskabelige artikler med relation til CRISPR.
De meget ansete tidsskrifter Nature og Science kårede i 2013 CRISPR/ Cas9-teknologien til at være blandt de mest betydningsfulde videnskabelige fremskridt i verden. Den bliver anset for at være det vigtigste genetiske værktøj siden opdagelsen af PCR-teknikken, som revolutionerede opformering af DNA-stykker. Dette førte til en hel ny verden af genteknologiske opdagelser (grundforskning) og opfindelser (anvendt forskning).
Men ligesom ved de tidligere genterapi- forsøg, kan der ske uventede genetiske ændringer ved CRISPR/Cas9. Man taler især om ”off-target” effekter, hvor den ønskede ændring f.eks. sker andre steder end der, hvor man havde planlagt det, og hvorved der kan opstå utilsigtede mutationer. I et omfattende studie fra 2017 var ”off-target”-effekter hovedformålet for studiet, for at kunne karakterisere utilsigtede mutationer (7). I studiet opstillede forskerne ved hjælp af gen-databaser en liste over 7444 publicerede hel-genom- sekvenser. Ud fra 30 sygdomsrelaterede DNA-sekvenser lavede man en liste med næsten 3000 sekvenser, som var kendte og havde været udvalgt som guide-RNA i CRISPR/Cas9 til styring af redigering i én af de 30 sygdomme. Herefter undersøgte forskerne, om nogle af de 7444 udvalgte ”normale” sekvenser havde en sekvens,
der afveg fra de forventede sekvenser kendt fra sygdomsrelaterede sekvenser. Forskerne fandt en række varianter, som i levende celler ville påvirke resultatet af et CRISPR/Cas9 relateret forsøg. Hvis disse varianter ligger i gener, der er vigtige for cellefunktioner, f.eks. tumorundertrykkende-gener, kan dette føre til kræft (7). Sådan kan forholdsvis simple metoder medvirke til kræftsygdom.

Mange forskere arbejder på at finde metoder til at løse problemet med utilsigtede mutationer. Sådanne løsninger vil antagelig kunne patenteres og være udgangspunkt for anvendt forskning.

Værktøjer til at undgå ”off- target”-effekter

Cas9-enzymet introducerer som sagt et brud i begge DNA-strenge. Dobbeltbrud i arvemassen er farligt for en celle, og cellen vil straks forsøge at reparere dobbeltbruddet. Ved denne proces kan der opstå mutationer, f.eks indsættelse eller fjernelse af DNA-baser i mål-DNA’et (8,10). En del af disse mutationer kan være fatale for cellen.
Japanske forskere har udviklet en modificeret Cas9, som kun laver brud i én af DNA-strengene. Med den modificerede Cas9 fremkaldte forskerne ét brud i mål- genet og ét i donor-DNA og kunne på denne måde styre ændringer i mål-genet på mere sikker måde (9). Med det modificerede Cas-enzym blev antallet af ”off-target”- hændelser i et forsøg nedsat fra 90% til 5% (9). Denne metode er nu meget udbredt. Der er også udviklet andre metoder, hvormed antallet af ”off-target”-hændelser kan nedsættes. Angrebsvinklerne er ret forskellige i et kapløb om at komme først med en sikker metode. Den første der indleverer en patentansøgning på opdagelsen, ville have de bedste kort på hånden, når patentrettigheder skal afklares om en del år senere. Det er
kendt, at patentbehandlingen bliver meget kompliceret, når opfindelser ligger tæt på hinanden.

En metode, der lokaliserer en utilsigtet mutation i humane gener vil være guld værd

Den 27. juli 2018 publicerede Richardsens forskningsgruppe ved University of California, Berkely, USA en metode til at lokalisere CRISPR-indsættelse af nye DNA-sekvenser i bestemte gener (3). Dette er en epokegørende opdagelse, da kendskabet til dette gør det muligt at lokalisere indsatte sekvenser i genomet. Når mutationen er fundet, har forskerne i mange år haft værktøjer til at rette sådanne mutationer. Men det forudsætter som sagt at man kan lokalisere mutationerne. Problemet med CRISPR opstår, fordi der ved den oprindelige CRISPR-metode kun lokaliseres et meget lille antal af de opståede mutationer, hvis man ikke lige forsker i et gen, hvis ukorrekte udtryk giver ophav til en bestemt sygdom.

I artiklen fra 27. juli 2018 beskriver Richardsen og kollegaer, hvordan det er lykkedes dem at afklare samspillet mellem CRISPR og en bestemt alvorlig og arvelig sygdom, nemlig ”Fanconi anæmi” (3). Fanconi anæmi-pathway involverer 21 gener, som alle er vigtige for at sygdommen kommer til udtryk (3). Opstår der en mutation i blot ét af disse gener, kan knoglemarven ikke danne nye blodlegemer. Med udnyttelse af beskrevne opdagelse kan mutationer i Fanconi anæmi korrigeres og sygdom undgås (3). Her bliver en opdagelse transformeret til anvendt forskning. CRISPR muliggør efter forskergruppens mening korrektion af uønskede mutationer i specifikke gener, der fører til sygdom, f. eks. kræft.

Anvendelser af CRISPR/Cas9- teknologien

Anvendelsesmulighederne af CRISPR/ Cas9 er mange, idet metoden er økonomisk favorabel, og metoden er nem og hurtig. Før anvendte forskerne relativt få typer af modelorganismer, såsom mus og bananfluer. Der har i lang tid været detaljerede procedurer til rådighed til udførelse af genetiske manipulationer i disse modeldyr.
I 2015 skete der noget, der skabte enorm debat. Her annoncerede kinesiske forskere, at de for første gang nogensinde havde modificeret gener i befrugtede humane æg (11). Når genmodifikation udføres på et befrugtet æg, medens det stadig er i enkeltcellestadiet, vil alle celler i det voksne individ have det modificerede arveanlæg, og ændringen vil nedarves. Utilsigtede bivirkninger vil dermed også nedarves.

Kinesernes forsøg med humane befrugtede æg påviste, at det hastede med regulativer på området. Der blev i medierne skrevet om, at designerbabyer snart var på vej. I december 2015 blev der afholdt et vigtigt regulatorisk møde i Washington D.C. med deltagelse af forskere og myndighedsrepræsentanter fra bl.a. USA, Kina og England for at diskutere etiske og videnskabelige problemer og muligheder for regulatoriske tiltag i relation til CRISPR-baseret genom-redigering i det humane genom.

Forskning i udnyttelse af CRISPR fortsatte, men kun på befrugtede æg/ fostre, der ikke var beregnet til implantering i en livmoder. Men blev denne grænse overholdt?


Med CRISPR/Cas9-teknologien er det som sagt let at redigere gener i celler i kultur. Men metoder til gen-redigering af organismer er stadig under udvikling. Her er et af de store problemer at få det store Cas9-kompleks ind i kropsceller. CRISPR/ Cas9-komponenterne kan injiceres i celler i kultur eller der kan bruges andre kunstige metoder til at få CRISPR/Cas9- komponenterne ind i levende celler. Det siger sig selv, at sådanne metoder ikke kan anvendes til at ændre celler i organer. Der arbejdes også på at nedsætte størrelsen af Cas9-komplekset, så det er lettere at få dette kompleks transporteret ind i levende celler (10).

Det haster med en videnskabelig debat

De mange muligheder og den nemme adgang til ”opskrifter” på CRISPR- procedurer, er alt for farlig for os alle. Selv specialestuderende kan få vejledning (12). Kyndige personer må på en debatside, der netop er oprettet, deltage i alle aspekter af anvendelsen af CRISPR til redigering i det humane genom (13). Det kan ikke overlades til forskere og dem, der anvender forskningsresultaterne kommercielt, at diskutere, hvor grænserne er.


  1. Roy, R.R. m.fl. (2018), Nature Biotechnology, ”Multiplexed precision genome editing with trackable genomic barcodes in yeast”, doi:10.1038/nbt.4137, omtalt i https://www.sciencedaily.com/ releases/2018/05/180508102209.htm
  2. Adli, M., (2018), Nature Communications, bd. 9, art.nr.: 1911, “The CRISPR tool kit for genome editing and beyond”, doi:10.1038/ s41467-018-04252-2
  3. Richardson, C.D. m.fl. (2018) Nature Genetics, 50 (8), 1132–1139, “ CRISPR-Cas9 genome editing in human cells occurs via the Fanconi anæmi pathway”, doi:10.1038/s41588-018-0174-0
  4. Jinek, M. m.fl. (2012), Science, 337(6096), 816-21, “A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity”, doi:10.1126/science.1225829
  5. Ran F.A., m.fl., (2013) Nature Protoc, 8(11),2281-2308. “Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system”, doi: 10.1038/nprot.2013.143
    6.Jinek,M.,m.fl.(2013),eLife2013;2:e00471, “RNA-programmed genome editing in human cells”, doi:10.7554/eLife.00471
  6. Lessard, S., m.fl. (2017), Proc.Nat.Sci., 201714640, “Human genetic variation alters CRISPR-Cas9 on- and off-targeting specificity at therapeutically implicated loci”, doi:10.1073/pnas.1714640114
  7. Kosiski, M., m.fl. (2018), Nature Biotechnology, advance online publication, “Repair of double-strand breaks induced by CRISPR-Cas9 leads to large deletions and complex rearrangement”, doi:10.1038/ nbt.4192
  8. Nakajima,K., m.fl. (2018), Genome Res., 28(2), 223-230, ”Precise and efficient nucleotide substitution near genomic nick via noncanonical homology-directed repair”, doi:10.1101/gr.226027.117
  9. Alejandro, C. m.fl. (2018), Proc Nat Acad Sci, 201718148, ”Precise Cas9 targeting enables genomic mutation prevention”, doi: 10.1073/pnas.1718148115
  10. Liang, P., m.fl., (2015), Protein and Cell 5 (6), 363-372, “CRISPR/Cas9-mediated gene editing in human tripronuclear zygotes”, doi:10.1007/s13238-015-0153-5
    12).Thurttle-Schmidt, D.M. & Lo, Te-Wen (2018), Topical Review 46(2), 195-205, “Molecular Biology at the Cutting Edge: A review on CRISPR/Cas9 Gene Editing for Undergraduates”, doi:10.1002/bmb.21108
  11. Willis, T. (2018):” CRISPR – A New Era in Genome Editing”, The Science Advisory Board, https://www.scienceboard.net/index. aspx?sec=log&itemID=9
  12. Luo, J. (2018), “Here’s what we know about CRISPR safety – and reports of
    ”genome vandalism”, artiklen blev oprindelig publiceret på http://theconversation.com/ heres-what-we-know-about-crispr-safety- and-reports-of-genome-vandalism-100231; original artikel: https//livescience. com/63260-crispr-safety.html